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土壤酸化是严重的土壤退化问题，我国酸化土壤占全国陆地总面积的 22.7%[1]。由于耕作方式不合理、农药化肥的乱用、土壤污染等导致土壤酸化日趋严重。有研究表明，自 1980～2000 年间我国 90% 的耕地出现了不同程度的酸化现象[2]。李歆博等[3]对福建省平和县 319 个蜜柚园的土壤研究发现蜜柚园土壤酸化严重，pH 低于 5.0 的土壤占 89.97%。李涛等[4]对山东省近 30 年来农田 pH 时空变化特征研究结果表明，30 年来山东省耕地土壤 pH 平均值由 7.6 降至 7.2，整体表现为酸性耕地面积明显增加，弱碱性和中性耕地面积相对减少，局部耕地酸化。土壤酸化导致的土壤理化性质和微生物变化是农产品质量和产量下降的重要原因。 Zhu 等[5]对土壤酸化与粮食产量的相关性研究结果表明，1980～2010 年间，由于土壤酸化加剧，中国谷物产量下降了 4%，在目前的氮肥施用情况下，到 2050 年中国水稻、小麦和玉米的预期产量损失将达到 16%。Wang 等[6]研究表明，随着土壤酸化加重，土壤中的有效氮、磷、钙、镁等显著降低，而交换性铝、锰含量增加，微生物分解能力降低，从而抑制养分的循环，降低土壤的生产力。施用土壤改良剂是缓解土壤酸化的有效手段。适量施用合适的土壤改良剂能改良酸化土壤的理化特性，提高土壤微生物活性，降低土传病害的发生，对农产品的产量和品质提高有促进作用[7-9]。因此，明确土壤改良剂对土壤微生物群落结构和功能的影响对改良剂的合理施用具有指导意义。土壤改良剂可以通过改变土壤环境直接抑制或者促进微生物活性，从而改变土壤微生物群落结构，也可以通过诱导植物产生防御反应和促进土壤微生物竞争、重寄生、分泌抗生素等间接调控土壤微生物群落结构[10-11]。罗俊等[12]在不同土壤改良措施对机械压实酸化蔗地土壤理化性质及微生物群落结构影响的研究中表明，施用碱性土壤改良剂能改善土壤的物理结构和营养状况，提高土壤微生物多样性。陈诚等[13]研究表明，与常规施肥相比，加入改良剂施肥的土壤中微生物多样性高，且优势菌群存在较大差异。储成等[14]研究表明，外源有机质的输入引起的功能微生物类群和功能活性的改变是提高土壤营养、缓解土壤酸化的重要因素。土壤改良剂在酸性土壤的土传病害防控中也发挥重要作用。张广雨等[11]研究表明，施用适量的生物炭能通过对青枯菌的抑制作用和对土壤微生态的改善，创造利于烟草生长的环境条件，减少烟草青枯病的发病率。李慧等[9]对两种土壤改良剂的枯萎病防治效果比较发现，不同类型改良剂的防治效果存在较大差异。目前市场上碱性土壤改良剂的类型较多，不同类型改良剂对土壤微生物群落结构和功能的影响还未明确，特别是对土传病菌的抑制作用还不确定。本文选用 3 种常见类型的土壤改良剂生石灰、氨基酸生态肥和黄腐酸水溶肥，研究其对土壤微生物群落结构的影响，并对土壤微生物群落功能的变化进行分析。通过对不同土壤改良剂处理后土壤微生物群落结构、多样性和功能的分析和预测，明确 3 种改良剂对土壤微生物群落结构的影响，并初步揭示不同改良剂对酸性土壤微生物群落功能的影响。
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1 材料与方法
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1.1 试验材料
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试验于 2021 年 4～7 月在玉林师范学院智能温室大棚内进行，供试土壤采自玉林师范学院岭南中草药生产与实验实训基地。供试土壤改良剂包括生石灰、氨基酸生态肥（成都华宏生物科技有限公司）、黄腐酸水溶肥（深圳市杜高生物新技术有限公司）。
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1.2 试验设计
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试验共 4 个处理，分别为对照（CK，不添加任何土壤改良剂）、S1（添加生石灰 2 g·kg-1 土壤）、S2（添加氨基酸生态肥，3 g·L-1，浇施）、 S3（添加黄腐酸水溶肥，1.25 g·L-1，浇施）。具体操作步骤如下：选取取样点，取距土壤表面深度为 15～40 cm 土壤，去除植物残体和砖块等，过 2 mm 筛子。将筛后土壤分为 4 等份，一份加入生石灰拌匀后浇透（将装有土壤的盆放入装有清水的托盘中，至吸水饱合为止），另外两份分别加氨基酸生态肥、黄腐酸水溶肥溶液浇透（将装有土壤的盆放入装改良剂溶液的托盘中，至吸水饱合为止），以清水处理作为对照。取各处理土样分别装入内径 30 cm、高 25 cm 的盆内，每个处理装 3 盆，于智能温室大棚放置 3 个月，期间每隔 1 周浇 1 次水。在盆中心处采集 5～10 cm 土层的土壤 50 g，装入 50 mL 离心管，对 3 个重复分别采样。将每个处理的样品分成两份，一份用于土壤 pH 测定，另一份放入液氮中快速冷冻，送至北京百迈客生物科技有限公司，进行测序分析。
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1.3 土壤 pH 测定
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采用电位法测定土壤 pH。将 20 g 过 2 mm 筛的土壤风干样品，加入 20 mL 去除 CO2 的蒸馏水中，搅拌 1 min，使土粒充分分散，放置 30 min 后使用酸度计进行测定，每个样品重复 3 次。
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1.4 土壤微生物 DNA 提取
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采用 E.Z.N.A Soil DNA Kit（OMEGA，美国）的试剂盒方法进行土壤微生物总 DNA 的提取，DNA 样品于-20℃冰箱保存待用。
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1.5 土壤微生物高通量测序
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提取样品总 DNA 后，根据保守区设计得到引物，在引物末端加上测序接头，进行 PCR 扩增，并对其产物进行纯化、定量和均一化，形成测序文库，建好的文库先进行文库质检，质检合格的文库用 Illumina Novaseq 6000 进行测序。高通量测序得到的原始图像数据文件，经碱基识别分析转化为原始测序序列。
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1.6 测序数据分析
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质量过滤：首先使用 Trimmomatic 0.33 软件，对测序得到的 Raw Reads 进行过滤； 然后使用 Cutadapt 1.9.1 软件进行引物序列的识别与去除，得到不包含引物序列的 Clean Reads；
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序列长度过滤：根据不同区域的长度范围对数据进行长度过滤；
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去除嵌合体：使用 UCHIME 4.2 软件，鉴定并去除嵌合体序列，得到最终有效数据。
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1.7 数据统计分析
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使用 Usearch 5.10.0 在相似性 97% 的水平上对序列进行聚类，以测序所有序列数的 0.005% 作为阈值过滤 OTUs。利用分析软件 QIIME 2 （https:// qiime2.org.org/ ）进行 α 多样性指数、β 多样性指数分析。根据 OTU 数据取对数之后，选取数目最多的前 80 个物种，基于 R 语言进行作图（热图）。基于 R 语言平台绘制样本主坐标分析（PCoA）图。韦恩图分析使用在线分析软件 Venny 2.1（https:// bioinfogp.cnb.csic.es/tools/venny/index.html）。
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细菌群落功能基因预测分析：使用 PICRUSt 2 软件将待预测的特征序列与软件中已有的系统发育树中进行物种注释，使用 IMG 微生物基因组数据进行功能信息的输出，进而推测样本中的功能基因组成。对不同样本间的功能丰度使用 STAMP 中的 G 检验方法进行两两样本间的差异显著性检验，对不同组间进行两两 T 检验，P 阈值为 0.05。
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真菌群落功能基因预测分析：使用 FUNGuild （Fungi Functional Guild，http://www.stbates.org/guilds/ app.php）数据库对真菌进行功能分类。
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2 结果与分析
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2.1 土壤改良剂对土壤 pH 的改良效果
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对土壤改良剂施用前后的土壤 pH 进行检测 （图1），结果显示与 CK 处理相比，施用 3 种改良剂的土壤 pH 均有不同程度的上升。其中 S1 处理后 pH 升高量最多，相比于对照上升了 1.06，其次是 S3 处理，上升 0.46，S2 处理后土壤 pH 有所上升，但与 CK 处理间无显著差异（P>0.05）。
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图1 不同处理后土壤 pH
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注：图注上不同小写字母表示处理间差异显著（P<0.05）。
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2.2 土壤中细菌和真菌测序结果分析
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对 12 个样品的细菌 16S rDNA 测序共得到 546194 条原始序列，质控后共产生 491007 条有效序列，平均产生 40917 条有效序列。有效序列比例均大于 89.69%。真菌 ITS1 测序共获得 600000 条原始序列，质控后共产生 552667 条有效序列，平均产生 46056 条有效序列。有效序列比例均大于 91.62%。
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使用 Usearch 软件对 Reads 在 97.0% 的相似度水平下进行聚类、获得 OTU。共获得 2064 个 16S OTU 和 880 个 ITS OTU。
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溶解曲线用来反映测序数据量是否足够，当曲线末端趋于平缓时则认为当前测序深度已基本覆盖样品中所包含的所有物种，说明测序数据量足够。从本次测序数据的溶解曲线来看，当 16S 序列抽样量达到 20000 条、ITS 序列抽样量达到 10000 条时溶解曲线趋于平缓（图2）。
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2.3 不同处理土壤中细菌和真菌群落 α 多样性分析
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用 Chao1 和 Ace 指数衡量物种丰富度，Shannon 和 Simpson 指数衡量物种多样性。由表1 可知，与 CK 处理相比，经过 3 种土壤改良剂处理后的土壤中细菌物种丰富度指数与多样性指数均显著降低。其中 S3 处理的细菌 Chao1 和 Ace 指数与 CK 处理的差异最大，其次是 S2 和 S1 处理，S2 处理的细菌 Shannon 和 Simpson 指数与 CK 处理差异最大。经过 3 种土壤改良剂处理后的土壤中真菌物种丰富度指数与 CK 处理无显著差异，而 S1、S3 处理中的真菌 Shannon 指数均显著升高。由此可见，3 种土壤改良剂能显著抑制土壤细菌物种丰富度，S2、 S3 处理对土壤细菌丰富度的抑制作用较大，且 S3 处理能有效提高物种均匀度。各土壤改良剂对土壤真菌群落物种丰富度没有显著影响，但 S1、S3 处理能有效提高真菌均匀度。
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2.4 不同处理土壤中细菌和真菌群落 β 多样性分析
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采用 Bray curtis 算法计算样品间的距离，获得样本间的 β 值。主坐标分析（PCoA）结果显示， 3 种土壤改良剂处理后的土壤细菌群落与 CK 处理的距离较大，而改良土壤之间的距离较小（图3）。聚类热图分析表明，各处理组内样品聚为一类，且改良后的土壤细菌群落与 CK 处理之间均存在较大差异，而改良后的各组土壤间以 S1 处理和 S3 处理之间的差异最大，S1 和 S2 处理之间的差异次之， S2 和 S3 处理之间的差异最小（图4）。真菌群落β 多样性分析显示不同处理组间和组内距离差异较小。聚类热图分析表明，CK 处理与改良后土壤真菌群落差异较大，但是 S3 处理组内 CK 处理差异较大，且其中一个样品与 CK 处理距离较近。
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图2 不同处理下土壤样品 16S（A）和 ITS（B）稀释曲线
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注：同列数据后不同小写字母表示处理间差异显著（P<0.05）。
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图3 不同处理下土壤样品中细菌（左）、真菌（右）主坐标分析
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图4 不同处理下土壤样品中细菌（左）、真菌（右）聚类热图
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2.5 不同处理下土壤微生物分析
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利用韦恩图对各处理后土壤样品间共有、特有 OTU 数进行分析，结果如图5 所示。3 个改良土壤处理与 CK 处理共有 16S OTU 有 1491 个，CK 处理的特有 16S OTU 较多，为 74 个，其次为 S1、S3、S2 处理。此外，各改良后的土壤中共同特有 16S OTU 数为74 个，这些 OTU 仅存在于改良后的土壤，可能与改良后的土壤特性有关。3 个改良土壤处理与 CK 处理共有 ITS OTU 有 252 个，S3 处理的特有 ITS OTU 较多，为80个，其次为S1、CK、S2处理。各改良后的土壤中共同特有 ITS OTU 数为 16 个，这些 ITS OTU 仅存在于改良后的土壤，可能与改良后的土壤特性有关。
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图5 不同处理下土壤样品中 16S（左）、ITS（右）OTU 韦恩图
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对各处理后土壤细菌群落组成分析结果表明，变形菌门（Proteobacteria）、酸杆菌门（Acidobacteria）、绿弯菌门（Chloroflexi）、放线菌门（Actinobacteria）、拟杆菌门（Bacteroidetes）为相对丰度较高的五大菌门，占总细菌群落的 81%～86%，其中 Proteobacteria 的相对丰度最高为 37%～44%（图6）。对各处理后土壤细菌群落中菌属组成进行分析，发现各处理后土壤菌属组成及相对丰度存在较大差异，除 uncultured 外，Dongia、鞘脂单胞菌属 （Sphingomonas）为 4 种处理后土壤的共有主导菌属， Iamia 为 S1 处理特有主导菌属，节核细菌属（Arthrobacter）为 S2 处理主导菌属，其中 Sphingomonas 在改良后的土壤中相对丰度最高，为 8.1%～9.2%，为 CK 处理的 2.90～3.29 倍。
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图6 不同处理下土壤样品中细菌（左）、真菌（右）物种分布图（门水平）
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对各处理后土壤真菌群落组成分析结果表明，子囊菌门（Ascomycota）、担子菌门（Basidiomycota）、罗兹菌门（Rozellomycota）、被孢霉门（Mortierellomycota）、壶菌门（Chytridiomycota）为相对丰度较高的五大菌门，占总真菌群落的 91%～96%，其中 Ascomycota 的相对丰度最高为 50%～67% （图6）。对各处理后土壤真菌群落中菌属组成进行分析，发现各处理后土壤菌属组成及相对丰度存在较大差异，曲霉属（Aspergillus）、分枝孢子霉属 （Cladosporium）、马拉色氏霉菌属（Malassezia）、被孢霉属（Mortierella）、青霉菌属（Penicillium）、威克汉姆酵母属（Wickerhamomyces）为各处理后土壤中的共有主导菌属，盔孢伞属（Galerina）、多腔菌属（Myriangium） 为 CK 特有主导菌属， Peroneutypa 为 S1 处理特有主导菌属，德巴利酵母属（Debaryomyces）、Paraphaeosphaeria为 S2 处理特有主导菌属，根霉菌属（Rhizopus）、裂褶菌属（Schizophyllum）为 S3 处理特有主导菌属。其中 Malassezia 在改良后的土壤中相对丰度最高，为 13%～20%，为 CK 处理的 2.92～4.45 倍。
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2.6 土壤微生物功能预测
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对样本中的功能基因组成进行预测，并分析不同处理后微生物群落之间的功能差异。结果如图7 所示，与 CK 处理相比，经土壤改良剂处理后的土壤细菌群落中与转录、碳水化合物运输和代谢、脂质运输和代谢、次级代谢产物生物合成、运输和分解代谢功能及细胞外结构相关的基因相对丰度均显著提高（P<0.05）。此外，分子伴侣和防御机制相关基因在 S1 处理后的相对丰度显著高于 CK 处理，细胞骨架、无机离子转运与代谢、氨基酸转运与代谢相关基因在 S3 处理后的相对丰度显著高于 CK 处理（P<0.05）。
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图7 土壤细菌功能预测
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利用 FUNGuild 数据库在线分析工具（http:// www.stbates.org/guilds/app.php）对真菌功能进行分析，如图8 所示，结果表明，经过土壤改良剂处理后土壤中的病理营养型真菌相对丰度显著降低。与 CK 处理相比，S1、S2、S3 处理的病理营养型真菌相对丰度分别降低了 19.5%、26.1%、22.0%。此外，S2、S3 处理中的腐生营养型真菌的相对丰度均分别比 CK 处理升高了 4.5%、5.0%，S1 处理中的腐生营养型真菌的相对丰度比 CK 处理降低 0.8%。共生营养型真菌在改良后土壤中的相对丰度均显著下降，其中 S1 处理下降最多（2.9%），其次是 S2 处理（2.8%），S3 处理降低量最少（0.4%）。
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图8 土壤真菌功能预测
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3 讨论
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3.1 添加土壤改良剂能抑制酸化土壤微生物多样性
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土壤微生物是土壤有机组分和土壤生态系统中最活跃的部分，是敏感的土壤质量指标，能够反映土壤质量状况。已有研究表明，土壤微生物群落结构、多样性与土壤 pH、土壤结构（土壤容重、孔隙度、最大持水量等）、土壤营养（矿物质元素、有机物含量）等存在密切的相互作用[15-18]。土壤 pH 是重要的土壤特性，通过影响土壤酶活性、营养成分的有效性、重金属及其他有毒物质的有效性等直接或间接改变土壤微生物群落结构及多样性[19-22]。土壤酸化是导致土壤微生物群落多样性降低的重要原因。Schlatter 等[23]的研究表明，土壤酸化能够改变土壤深度和微生物群落之间的正常关系，使表层酸化土壤的细菌群落组成改变、多样性降低。Michal 等[24]对挪威云杉和欧洲山毛榉模拟酸化林地土壤微生物研究结果表明，土壤酸化过程中细菌群落丰富度和多样性降低，而真菌几乎不受影响。施用土壤改良剂调节土壤 pH 是提高土壤微生物多样性的有效方法。赵晓红等[25]研究表明，施用适量碱性土壤改良剂能够提高酸化果园土壤细菌丰富度和多样性，降低真菌多样性。罗俊等[12]研究表明，施用松土精、生物菌肥、有机肥、生石灰均能有效增加酸化蔗地土壤细菌和真菌物种多样性和丰富度。本研究分析结果表明，添加碱性土壤改良剂后，土壤细菌丰富度和多样性均降低。而 ITS 分析结果表明，S2、S3 处理的丰富度降低， S1、S3 处理的多样性升高，说明 S1、S3 处理后真菌均匀度升高，推测是某些相对丰度较高的真菌受到抑制。β 多样性分析表明，土壤改良剂对酸化土壤的微生物群落结构有显著影响，且不同土壤改良剂对土壤微生物群落组成的影响存在差异。3 种改良土壤中微生物群落相比，施用生石灰的土壤中微生物群落与施用两种有机肥土壤改良剂的土壤微生物群落的差异较大，而施用有机肥土壤改良剂的土壤之间的 β 多样性最小，推测是土壤生境，特别是土壤 pH 的改变对土壤原有微生物起到筛选作用，导致土壤微生物多样性降低。
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3.2 土壤改良剂影响土壤微生物群落组成
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土壤微生物群落组成与其功能具有重要的关系，是反映土壤健康程度的重要指标，对土壤营养、植物生长、作物病害的发生有重要影响。土壤细菌群落中 Proteobacteria、Acidobacteria、Chloroflexi、 Actinobacteria、Bacteroidetes、厚壁菌门（Firmicutes），真功群落中 Ascomycota、Basidiomycota、Rozellomycota、 Mortierellomycota、Chytridiomycota、接合菌门 （Zygomycota）为较为常见菌门，在土壤微生物中的相对丰度较高[18，26-28]。本研究结果表明，各处理中土壤细菌群落相对丰度最高的五大菌门依次为 Proteobacteria、Acidobacteria、Chloroflexi、Actinobacteria、 Bacteroidetes。各处理下土壤真菌群落相对丰度最高的五大菌门依次为 Ascomycota、Basidiomycota、 Rozellomycota、Mortierellomycota、Chytridiomycota。各处理下土壤在门水平微生物群落组成差异较小，各土壤中的主导菌门相同，但是主导菌属存在较大差异。土壤细菌群落中 Dongia、Sphingomonas为 4 种处理后土壤的共有主导菌属，Iamia为 S1 处理特有主导菌属，Arthrobacter 为 S2 处理主导菌属，其中 Sphingomonas 在改良后的土壤中相对丰度最高。Sphingomonas为植物根际和内生微生物中的常见菌属，含有多种有益菌[29-31]。Arthrobacter 中包含大量的有益菌，在土壤中除草剂的降解、抑制病原菌、促进植物磷吸收和抗逆性等方面具有调节作用[32-35]。土壤真菌群落中 Aspergillus、 Cladosporium、Malassezia、Mortierella、Penicillium、 Wickerhamomyces 为各处理下土壤中的共有主导菌属，Galerina、Myriangium 为 CK 处理特有主导菌属，Peroneutypa 为 S1 处理特有主导菌属，Debaryomyces、 Paraphaeosphaeria 为 S2 处理特有主导菌属，Rhizopus、 Schizophyllum 为 S3 处理特有主导菌属。Aspergillus 中的酶能够降解植物细胞壁多糖、增加土壤中可溶性磷含量等[36]。Cladosporium 普遍存在于各种环境当中，目前已有将 Cladosporium 作为生防制剂的相关研究[37-38]。Mortierella常具有促进植物生长发育的作用，能提高植物对磷的吸收，并且能够调节植物根际微生物群落[39]。Penicillium 能产生多种生物活性化合物，是一类具有广泛杀菌作用的真菌[40-42]。 Paraphaeosphaeria 和 Rhizopus 均包含植物病原菌、生防菌和内生菌[43-46]。这些相对丰度较高的菌属可能在土壤微生物群落功能上发挥重要作用。
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与 CK 处理相比，添加土壤改良剂后 S1、S2、 S3 处理中相对丰度显著上升的细菌菌属分别为 68、 81、102 个，真菌菌属分别为 6、12、7 个，相对丰度显著下降的细菌菌属分别为 102、93、75 个，真菌菌属分别为 3、6、1 个。各改良后的土壤中 S1 处理对细菌的筛选作用最强，相对丰度降低的菌属数量高于另外两种处理后土壤。S2 处理对真菌群落的影响作用最大，相对丰度增加和降低的菌属均高于另外两个处理。S3 处理后相对丰度升高的菌属数量最高。这些菌属相对丰度的变化受到土壤环境因素的影响，其是否在土壤的微生物群落功能转变及土壤环境的改良（营养物质的有效性、病原菌的抑制作用等）中发挥重要作用有待进一步研究。
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3.3 土壤改良剂对土壤微生物群落功能有优化作用
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本研究结果表明 3 种土壤改良剂均对土壤微生物代谢活性有促进作用，改良后土壤细菌群落中与基础代谢功能相关的基因丰度显著提高，此外 S1 处理后分子伴侣和防御机制相关基因丰度显著提高，这可能与环境 pH 的改变有关。与 CK 处理相比，改良后土壤中的病理营养型真菌相对丰度显著降低，S2、S3 处理对病理营养型真菌的抑制作用高于 S1 处理，并且 S2、S3 处理后腐生营养型真菌的相对丰度升高，而 S1 处理后腐生营养型真菌的相对丰度降低。推测 3 种土壤改良剂对土壤抑菌作用的改良机制不同，S1 处理主要是通过改变土壤 pH 调节致病菌的生长和定殖。S2、S3 处理后两种土壤改良剂对致病菌的抑制作用有两种方式，一方面土壤 pH 环境的改变对有害微生物有直接抑制作用，另一方面提高土壤微生物的代谢活性，通过分泌次级代谢产物、营养竞争等方式抑制致病菌的生长和定殖。
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4 结论
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施用生石灰及两种有机肥（黄腐酸水溶肥和氨基酸生态肥）共 3 种土壤改良剂对酸化土壤细菌有一定的筛选作用，导致细菌丰富度降低，而对真菌的影响不大。改良后土壤的主导菌门与改良前相同，而主导菌属存在较大差异。不同土壤改良剂对土壤微生物群落的影响存在差异，生石灰对细菌的筛选作用最强，黄腐酸水溶肥对真菌群落的影响最大，而施用氨基酸生态肥后相对丰度增加的菌属最多。此外，3 种土壤改良剂均能够抑制有害土壤微生物的生长和定殖，但抑制机制可能存在差异。
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摘要
酸化土壤中微生物多样性降低是土壤养分减少、土传病害高发、作物产量和品质降低的重要原因。施用碱性土壤改良剂是改善酸化土壤理化特性、减少土传病害发生、提高作物产量的有效手段。为了明确不同碱性土壤改良剂对土壤微生物群落结构及多样性的影响，通过盆栽试验比较施用生石灰（S1）及氨基酸生态肥（S2）和黄腐酸水溶肥（S3）对酸化土壤微生物群落结构的改良效果。结果表明，施用 3 种土壤改良剂后土壤细菌丰富度和多样性均降低，而真菌群落物种丰富度没有显著变化。改良后土壤的主导菌门与改良前相同，而主导菌属存在较大差异。Iamia、Peroneutypa 为 S1 处理特有主导菌属，节核细菌属（Arthrobacter）、德巴利酵母属（Debaryomyces）、 Paraphaeosphaeria 为 S2 处理特有主导菌属。根霉菌属（Rhizopus）、裂褶菌属（Schizophyllum）为 S3 处理特有主导菌属。各改良土壤中，S1 处理对细菌的筛选作用最强，S2 处理对真菌群落的影响最大，而 S3 处理相对丰度增加的菌属最多。3 种土壤改良剂均能够抑制有害土壤微生物的生长和定殖，但抑制机制可能存在差异。综上所述，3 种土壤改良剂均能改善酸性土壤微生物群落结构，但是改良效果存在差异。研究结果为改良土壤微生物功能进一步研究及防治土传病害提供了理论依据。
Abstract
The decrease of microbial diversity in acidified soil is an important reason for the loss of soil nutrients，the high incidence of soil borne diseases and the decrease of crop yield and quality．The application of alkaline soil amendment is an effective means to improve the physical and chemical characteristics of acidified soil，reduce the occurrence of soil borne diseases and increase crop yield．In order to clarify the effects of different soil amendments on soil microbial community structure and diversity，a pot experiment was conducted to compare the improvement effects of quicklime（S1），amino acid ecological fertilizer（S2）and fulvic acid water-soluble fertilizer（S3）on the microbial community structure of acidified soil． The results showed that the richness and diversity of soil bacteria were decreased after the application of three soil conditioners，while the species richness of fungal community had no significant change．The dominant phylum of the improved soil was the same as that before the improvement，but there were great differences in the dominant genus．Iamia and Peroneutypa were the unique dominant genera of S1，and Arthrobacter，Debaryomyces and Paraphaeosphaeria were the unique dominant genera of S2．Rhizopus and Schizophyllum were the unique dominant genera of S3．Among the improved soils，S1 had the strongest screening effect on bacteria，S2 had the greatest impact on fungal community，and the number of genus that relative abundance increased the most was in S3．The three soil amendments all could inhibit the growth and colonization of harmful soil microorganisms，but the inhibition mechanism might be different．In conclusion，the three soil amendments can optimize the microbial community structure of acidified soil，but the optimization effects are different．The results of this study can provide a theoretical basis for the further study of microbial function in improved soil and the control of soil borne diseases.
Keywords
acidified soil ； soil amendment ； community structure ； diversity ； function