摘要
施用有机无机复混肥可提高土壤肥力、增加作物产量，但也增加温室气体氧化亚氮（N2O）的排放。采集江苏省句容市的复垦土壤样品设置室内土壤培养试验，研究接种植物根际促生菌（PGPR）对施用有机无机复混肥土壤 N2O 排放的影响。结果表明，接种 PGPR 菌株 Azospirillum sp. TSA2S、Pseudomonas stutzeri NRCB010、 Achromobacter denitrificans YSQ030 和 Bacillus subtilis NRCB002，相对于施肥不接种的对照显著减少了土壤 N2O 排放量；土壤 N2O 的累积排放量由高到低为 NRCB002>TSA2S>NRCB010>YSQ030，其中 N2O 排放量分别减少了 59%、 62%、63% 和 72%。无论接种与否，施肥均显著提高了土壤中氨氧化古菌 amoA、氨氧化细菌 amoA 以及全程硝化菌 amoB、反硝化细菌 nirS 和 nirK 的基因拷贝数。接种携带 nosZ 基因的 N2O 还原细菌 A. sp. TSA2S、P. stutzeri NRCB010、A. denitrificans YSQ030 显著提高了施肥土壤中 nosZⅠ和 nosZⅡ的基因丰度。然而，接种不携带 nosZ 基因的 B. subtilis NRCB002 则没有明显改变施肥土壤中 nosZⅠ和 nosZⅡ的基因丰度。这些结果意味着接种 4 株具有 N2O 减排效应的 PGPR 菌株，分别从微生物介导的直接和间接机制减少了土壤 N2O 的排放。研究结果将为减少施用有机无机复混肥土壤 N2O 排放提供科学依据，也将为研发具有生态环境效应的新型生物肥料提供技术参考。
关键词
Abstract
The application of organic and inorganic compound fertilizers can improve soil fertility and crop yield，but it also increases nitrous oxide（N2O）emission. In this study，reclaimed soil from Jurong city，Jiangsu province was collected for laboratory soil incubation experiment. The effects of inoculation with plant growth-promoting rhizobacteria （PGPR）on the N2O emission from soil applied with the organic and inorganic compound fertilizer were investigated. The results showed that the inoculation with PGPR strains Azospirillum sp. TSA2S，Pseudomonas stutzeri NRCB010， Achromobacter denitrificans YSQ030，and Bacillus subtilis NRCB002 significantly decreased cumulative N2O emissions from soil compared with the fertilization and non-inoculated control. The cumulative N2O emissions were as follows： NRCB002>TSA2S>NRCB010>YSQ030，which were decreased by 59%，62%，63% and 72%，respectively，after their inoculation in comparison with the non-inoculated control. The gene copy numbers of archaeal and bacterial amoA，amoB， and denitrifier nirS and nirK in soil were significantly increased after the fertilization，irrespective of inoculation with these strains or not. The inoculation with N2O-reducing denitrifier A. sp. TSA2S，P. stutzeri NRCB010，and A. denitrificans YSQ030，which possess nosZ gene，significantly increased the gene copy numbers of nosZⅠ and nosZⅡ in soil. However， the inoculation with B. subtilis NRCB002 without nosZ gene，did not change the gene copy numbers of nosZⅠ and nosZⅡ . These results suggested that these four PGPR strains decreased soil N2O emissions possibly through direct and indirect microbial-mediated mechanisms，respectively. The study will provide scientific basis and practical guidance for mitigating N2O emission from soil with organic and inorganic compound fertilizer application，and will also provide technical reference for developing novel biofertilizer with ecological and environmental effects.
近年来化肥的施用促进了作物产量的提高和农民收入的增加，但长期不合理施用化肥导致了土壤地力下降、土壤有机质含量降低等土壤退化问题。而与化肥相比较，施用有机肥可以增加土壤有机质含量、改善土壤结构、提高作物产量和品质等[1-2]。然而，普通有机肥存在氮磷钾养分含量较低，且释放缓慢等问题；加之田间用量大、运输和施用成本高，限制了有机肥的大面积推广应用。有机无机肥配合施用的方式在一定程度上克服了这些弊端，既能提升地力、满足作物生长需要，又能降低成本、便于推广应用。有机无机复混肥是一种既含大量有机质又含适量无机养分的复混肥料，同时含有有益微生物，能起到增加土壤有机质和有效养分含量、提高土壤肥力的作用。我国作为一个农业大国，在未来耕地产能提升的过程中，亟待解决土壤质量提升和固碳减排协同推进的难题[3]。复垦土壤通常结构差，有机质和有效养分含量低；增施有机无机复混肥可快速培肥土壤，但也造成了温室气体氧化亚氮 （N2O）的大量排放。添加有益微生物发展新型有机无机复混肥是减少其施用土壤产排 N2O 的关键途径[3]。
N2O 作为一种重要的、有效的、长期存在的温室气体，会导致全球变暖和平流层臭氧的消耗[4]，在 100 年的时间范围内，其全球变暖潜能值是 CO2 的 273 倍[5]。其中农业排放的 N2O 约占全球人为排放 N2O 的 52%，是大气中 N2O 浓度升高的主要驱动力[6]。农田土壤 N2O 产生是一个复杂的生物化学过程，其中包括硝化、反硝化和硝酸盐异化还原成铵等途径，硝化过程包括两个阶段： （1）氨氧化细菌（AOB）和氨氧化古菌（AOA） 将氨（NH3） 氧化成亚硝酸盐（NO2-），其中间产物包括羟胺和一氧化氮（NO）；（2）亚硝酸盐氧化菌（NOB）将亚硝酸盐（NO2-）氧化成硝酸盐（NO3-）[7]。完全反硝化包含 4 个反应过程： （1）周质的硝酸还原酶（NAP）或者膜结合硝酸还原酶（NAR）催化 NO3- 还原为 NO2-；（2）NO2- 被 nirS/K 编码的亚硝酸还原酶（NIR）催化还原为气体 NO；（3）NO 还原酶（NOR）催化 NO 还原为 N2O；（4）nosZ 基因编码的 N2O 还原酶（N2OR）催化 N2O 还原为 N2 [8]。同时农田土壤理化性质（主要包括温湿度、土壤质地、有机质含量、pH、电导率等）、土壤生物、水肥管理及耕作措施等都会对农田土壤 N2O 排放产生较大的影响[9]，因此明确农田土壤 N2O 产排过程和机理就变得十分重要，将为减少 N2O 排放提供科学依据[10]。
长期以来，人们一直在尝试优化农业管理措施来减少土壤 N2O 排放[11]。土壤 N2O 减排措施和技术的相关研究，主要集中在氮肥类型、氮肥用量、添加农业化学品以及改进农业管理措施等方面[12]。而利用 PGPR 减少土壤 N2O 排放是一项新兴技术[13]， PGPR 是指分布于植物根围土壤中、可直接或间接地促进植株生长的微生物类群[14]。它可以促进植物生长、抑制入侵病原体、提高植物对非生物胁迫的耐受性和生产力[15-17]。PGPR 可直接或间接地提高土壤肥力，同时减少 N2O 的排放。通过外源添加微量铜增强反硝化细菌 N2O 还原酶活性、减少土壤 N2O 排放[18]。此外，直接应用 N2O 还原细菌可减少土壤 N2O 的排放[19]。例如，在施用鸡粪有机肥后接种 Azoarcus 属、Niastella 属和 Burkholderia 属的 N2O 还原细菌，减少了土壤 N2O 的排放[20]。接种具有 N2O 还原能力的 PGPR 菌株，可降低 N2O 的排放[21-22]。同时，这些 PGPR 在减排的基础上还能促进作物的生长。例如，Wu 等[23]在温室盆栽试验条件下将 Bacillus amyloliquefaciens EBL11 接种至施肥后的酸性土壤，明显促进了油菜生长。减排措施和技术的成功取决于对 N2O 产生和还原微生物特别是对参与土壤硝化、反硝化过程微生物的深入研究，以及对关键微生物过程的调控。
本研究以 Azospirillum sp. TSA2S、Pseudomonas stutzeri NRCB010、Achromobacter denitrificans YSQ030 和 Bacillus subtilis NRCB002 为供试菌株，开展室内培养试验研究接种这些菌株对施用有机无机复混肥土壤 N2O 排放的影响，探索土壤 N2O 减排的可能微生物机制，为将来研发具有促生和 N2O 减排效应的有机无机复混肥提供新思路。
1 材料与方法
1.1 供试菌株
试验选用的 4 株 PGPR 菌株分别为 A. sp. TSA2S、 P. stutzeri NRCB010、A. denitrificans YSQ030 和 B. subtilis NRCB002，具体信息如表1所示。
表1供试菌株主要信息
1.2 菌液制备
在开展室内土壤培养试验时，将菌株接种到改良的营养肉汤培养基（牛肉浸膏 30 g·L-1、多聚蛋白胨 5.0 g·L-1、硝酸钠 0.3 mmol·L-1 和琥珀酸钠 4.4 mmol·L-1，溶剂为蒸馏水，简称 NBNS 培养基）中，接着置于 28℃在摇床中 180 r·min-1 振荡培养 24 h。随后利用紫外可见分光光度计在 600 nm 波长下测定菌液吸光度，用无菌的 NBNS 液体培养基调节菌液浓度至 OD600 约为 1.0，用于后续的室内土壤培养试验。
1.3 供试土壤
供试土壤取自江苏省句容市白兔镇兔西村的复垦土地，土壤类型为黄棕壤，其特点是层次深厚、质地黏重、养分瘠薄、肥力较低。将采集的土壤运回实验室后，适当通风、研磨和过筛 （2 mm），用于室内土壤培养试验。此外，一部分土样储存于 4℃的冰箱中用于土壤理化性质的测定， 另一部分储存于-80℃冰箱用于微生物学性质分析。
1.4 供试有机肥无机复混肥
室内土壤培养试验所需的有机无机复混肥由镇江贝思特有机活性肥料有限公司提供，其中纯氮、五氧化二磷、氧化钾含量分别为 9%、5%、6%，有机质含量≥ 20%。
1.5 试验处理
室内土壤培养试验共设置 6 个处理，每个处理 12 个重复，施肥处理的有机肥用量按照等氮量添加。各处理分别为：（1）CK，不施肥、不接种的空白对照；（2）OICF，施用 3.9 g 有机无机复混肥，同时按照质量体积比 1∶1 加入无菌的 NBNS 液体培养基；（3）TSA2S，施用 3.9 g 有机无机复混肥，同时按照质量体积比 1∶1 加入 TSA2S 菌液； （4）NRCB010，施用 3.9 g 有机无机复混肥，同时按照质量体积比 1∶1 加入 NRCB010 菌液；（5）YSQ030，施用 3.9 g 有机无机复混肥，同时按照质量体积比 1∶1 加入 YSQ030 菌液；（6）NRCB002，施用 3.9 g 有机无机复混肥，同时按照质量体积比 1∶1 加入 NRCB002 菌液。室内培养试验操作步骤如下：先称取 100 g 过筛（2 mm）土壤，放入约 500 mL 的广口玻璃瓶中，加入有机无机复混肥搅拌均匀后，再加入 100 g 过筛土壤，将广口玻璃瓶中的土壤压平后，倒入供试菌液，最后加入无菌蒸馏水使培养瓶中的土壤含水量达到田间持水量的 80%。将培养瓶放入生化培养箱内，调节培养温度为 26℃进行培养。
1.6 气体样品采集和测定
室内培养试验采气时，每个处理随机选取 4 个重复，用密封盖封闭培养瓶 1 h 后采集气体。在室内培养试验开始的第 2 d 采集气样，每 2 d 采集 1 次，持续培养 30 d，共采集气样 15 次。采集后的气体利用气相色谱仪（Agilent7890A，USA）测定 N2O 浓度。气相色谱仪分析柱为 PoropakQ 填充柱，柱箱温度为 60℃，载气为 99.999% 的高纯氮气；检测器为微池电子捕获检测器，用于测定气体样品中 N2O 的浓度，工作温度为 400℃，尾吹气为 5% 氩甲烷标准气（99.999%），流量为 2 mL·min-1，最低检测下限为 32 μg·kg-1。
1.7 土壤样品采集与分析
在室内培养试验的第 2、14、30 d，每个处理随机选取 4 个重复，进行破坏性采样，一份土样过 2 mm 筛并储藏于 4℃冰箱用于分析铵态氮、硝态氮、pH、电导率等土壤理化性质，另一份土样保存到-80℃超低温冰箱，以便试验结束后提取土壤 DNA 进行实时荧光定量 PCR 分析。
1.8 土壤 DNA 提取和实时荧光定量 PCR 分析
利用 HiPure Soil DNA MiniKit 试剂盒（Magen，中国）提取土壤样品 DNA，并使用超微量紫外可见分光光度计（LifeReal，中国）测定提取的 DNA 浓度。土壤 DNA 样品中氮循环功能基因拷贝数的测定在实时荧光定量 PCR 仪（Bio-Rad，CFX96， USA）上完成反应，每个样品 3 个重复。反应体系为 25 μL，包括 12.5 μL 的 TB GreenPremixExTaqII、 1μL 的正反引物、5.5 μL 双蒸水以及 5 μL 的 DNA 模板。分析的土壤氮循环功能基因包括编码 AOA 和 AOB 的氨单加氧酶基因 amoA，编码全程氨氧化微生物的氨单加氧酶基因 amoB，编码反硝化细菌 Cu 型亚硝酸盐还原酶 nirK 和细胞色素 cd1 型亚硝酸盐还原酶 nirS 基因，以及编码细菌 N2O 还原酶的 nosZⅠ和 nosZⅡ 基因。扩增的氮循环功能基因种类、引物序列以及反应程序参考朱津宏等[10]的文献。所有试验结果的扩增效率均处于 90.5%～95.5% 之间，PCR 扩增产物融解曲线呈单峰。
1.9 数据统计与分析
数据利用 GraphPad Prism 10.0 和 Excel2019 进行处理和绘图，采用 R 语言等对不同试验处理的结果进行单因素方差分析和最小显著性差异性检验，不同处理间统计差异显著性（P<0.05）用不同的小写字母表示；皮尔逊相关性分析以 P<0.05 表示显著相关，以 P<0.01 表示极显著相关。
2 结果与分析
2.1 接种 PGPR 菌株对土壤 N2O 排放的影响
接种 PGPR 菌株对土壤 N2O 排放通量影响比较显著（图1）。N2O 的排放峰值均出现在施用有机无机复混肥后的第 2 d，且排放峰值高低顺序为 OICF>NRCB002>TSA2S>YSQ030>NRCB010>CK。在室内培养试验第 2 d 之后 N2O 排放通量呈下降的趋势；在第 10～12 d 出现了较小的 N2O 排放峰值，且逐渐趋于土壤背景值。
图1室内土壤培养试验 N2O 排放通量
注：土壤以风干土计。下同。
接种 PGPR 菌株对土壤 N2O 累积排放量影响较为显著（图2）。与不施肥、不接种处理相比，施用有机无机复混肥后土壤 N2O 排放量显著增加（P<0.05）。接种 4 株 PGPR 菌株能显著降低土壤 N2O 累积排放量（P<0.05）；在接种 YSQ030、NRCB010、TSA2S 和 NRCB002 后，土壤 N2O 累积排放量相较于施加有机无机复混肥分别降低了 72%、63%、62% 和 59%。
图2室内土壤培养试验 N2O 累积排放量
注：柱状图上标注不同字母表示处理间差异显著（P<0.05）。
2.2 接种 PGPR 菌株对土壤理化性质的影响
在室内培养试验开始的第 2 d，与不施肥、不接种的对照相比，施用有机无机复混肥及接种菌株均会降低土壤 pH，同时提高土壤电导率、铵态氮和硝态氮含量（表2）。此外，与有机无机复混肥处理相比，接种 TSA2S 显著提高了土壤电导率、铵态氮和硝态氮含量（P<0.05）。
在室内培养试验开始的第 14 d，与不施肥、不接种的对照相比，施用有机无机复混肥及接种菌株会降低土壤 pH，同时提高土壤电导率、铵态氮和硝态氮含量。与施用有机无机复混肥处理相比，接种4株PGPR 菌株均显著提高了土壤电导率和硝态氮含量（P<0.05）；接种这 4 株菌株也明显增加了土壤铵态氮含量，其中接种 NRCB010 和 NRCB002 显著增加土壤铵态氮含量（P<0.05）。
在室内培养试验第 30 d，与不施肥、不接种的对照相比，施用有机无机复混肥及接种菌株会降低土壤 pH，同时提高土壤电导率、铵态氮和硝态氮含量。与施用有机无机复混肥处理相比，接种 4 株 PGPR 菌株均显著提高了土壤电导率和硝态氮含量（P<0.05）； 接种这 4 株菌株也有增加土壤铵态氮含量的趋势，其中接种 TSA2S 显著增加了土壤铵态氮含量（P<0.05）。
表2室内土壤培养试验土壤理化性质
注：表中数据为平均值 ± 标准差（n=4）。同列不同小写字母表示处理间差异显著（P<0.05）。
2.3 接种 PGPR 菌株对硝化功能基因丰度的影响
施用有机无机复混肥和在此基础上接种 PGPR 菌株相对于不施肥、不接种的对照显著提高了土壤中 AOA amoA 的基因丰度；同时施用有机无机复混肥和接种 4 株 PGPR 菌株也显著提高了土壤中 AOB amoA 的基因丰度（图3）。施用有机无机复混肥和在此基础上接种 PGPR 菌株，相对于不施肥的对照显著提高了土壤中全程氨氧化微生物 amoB 的基因丰度（图3，P<0.05）。然而，接种不同菌株对施用有机无机复混肥土壤的硝化功能基因丰度的影响不显著。
图3室内土壤培养试验处理第 2、14 和 30 d AOA amoA、AOB amoA 和 amoB 基因丰度
注：同一接种时间柱状图上标注不同字母表示处理间差异显著（P<0.05）。AOA 为氨氧化古菌，AOB 为氨氧化细菌。下同。
2.4 接种 PGPR 菌株对反硝化功能基因丰度的影响
施用有机无机复混肥和在此基础上接种 PGPR 菌株相对于不施肥、不接种的对照显著提高了土壤中 nirS 的基因丰度（图4）。接种 PGPR 菌株对施用有机无机复混肥土壤中 nirS 基因的丰度在处理第 2 和 30 d 时均没有显著影响，但在处理第 14 d 时，接种菌株 NRCB010、YSQ030 和 NRCB002 相对于施肥不接种的对照，显著降低了土壤中 nirS 基因的丰度 （图4）。施用有机无机复混肥和在此基础上接种 4 种具有 N2O 减排效应的菌株相对于不施肥、不接种的对照也显著提高了土壤中 nirK 基因的丰度（图4）。
施用有机无机复混肥与不施肥的对照相比没有显著改变土壤中 nosZⅠ和 nosZⅡ的基因丰度（图5）。在室内土壤培养试验处理的第 2 d，接种 YSQ030 相对于施肥不接种的对照显著提高了土壤中 nosZⅠ的基因丰度（图5）；而在室内土壤培养试验的第 14 d 时，接种 TSA2S、NRCB010 和 YSQ030 菌株显著提高了土壤中 nosZⅠ的基因丰度（图5）；在室内土壤培养试验处理的第 30 d，接种 TSA2S、NRCB010 和 YSQ030 仍显著增加了土壤中 nosZⅠ的基因丰度 （图5）。在室内土壤培养试验处理的第 2、14 和 30 d 时，接种 TSA2S、NRCB010 和 YSQ030 菌株相对于施肥不接种的对照，显著增加了复垦土壤中的 nosZⅡ 的基因丰度（图5）。
图4室内土壤培养试验处理第 2、14 和 30 d 土壤 nirS 和 nirK 基因丰度
图5室内土壤培养试验处理第 2、14 和 30 d nosZⅠ和 nosZⅡ 基因丰度
2.5 土壤 N2O 排放量、理化性质和氮循环功能基因丰度的相关性分析
土壤 pH 与 N2O 排放量呈显著的正相关，与 AOA amoA、AOB amoA、amoB 以及 nosZⅠ、nosZⅡ基因的丰度呈显著负相关（表3）。土壤电导率与硝化、反硝化功能基因丰度呈显著正相关（P<0.01）。土壤硝态氮和铵态氮含量也与硝化、反硝化功能基因丰度呈显著的正相关（P<0.01）。两种氨氧化原核微生物 amoA、全程氨氧化微生物 amoB 的基因丰度与复垦土壤 N2O 排放量呈显著的正相关（P<0.01）。 nirS 和 nirK 基因丰度与复垦土壤 N2O 排放量也呈显著正相关（P<0.01）。这些结果意味着土壤 N2O 排放主要由硝化作用和反硝化作用产生。而具有 nosZ 基因的 N2O 还原细菌可将 N2O 还原为 N2，是目前已知唯一的汇[27]。nosZⅠ基因丰度与 N2O 排放量之间呈现显著的负相关（P<0.05），而土壤 nosZⅡ基因丰度与 N2O 排放量则不显著，意味着 N2O 还原过程可能主要是由 Clade Ⅰ类群主导。
表3室内土壤培养试验环境因子和氮循环功能基因相关性分析
注：* 表示 P<0.05 水平显著相关，** 表示 P<0.01 水平显著相关。
3 讨论
土壤 pH 是决定 N2O 排放最为关键的环境因素[27]。硝化和反硝化作用中最适宜微生物生长代谢的 pH 范围是 7.0～8.0； 当 pH 处于 3.8～8.0 范围时，反硝化作用产生的 N2O 排放量随着 pH 的降低而增加[28]。因此，土壤 pH 可能影响反硝化作用产生的 N2O 排放量[29]。在室内土壤培养试验中，有机无机复混肥的施用明显降低了土壤 pH，可能是由于土壤硝化作用增强、产生的 H+ 使得 pH 下降。尽管如此，接种 TSA2S、NRCB010、YSQ030 和 NRCB002 显著减少了土壤的 N2O 排放量。
接种 TSA2S、NRCB010、YSQ030 和 NRCB002 无论是通过直接机制还是间接机制，都对土壤 N2O 排放有明显的减排作用。这与申卫收等[3] 通过室内盆栽试验接种暹罗芽孢杆菌 Bacillus siamensis NRCB026 相对于不接种对照减少了 44% 的结果相似。Nishizawa 等[20]在微宇宙条件下，将 Azoarcus sp. KS11B、Niastella sp. KS31B 和 Burkholderia sp. TSO47-3 N2O 还原细菌与有机肥混合后施入土壤中，与施肥但不接种对照相比均显著减少了土壤 N2O 排放量，分别降低了 63.0%、61.3% 和 43.8%。 Akiyama 等[22]筛选了 63 种含有 nosZ 基因的土著 Bradyrhizobium diazoefficiens 菌株，将它们混合培养后接种至田间大豆根际土壤，与未接种对照相比，显著增加了含有 nosZ 基因的根瘤比例，而且根瘤分解时的 N2O 排放量显著降低。这些结果表明，接种具有 N2O 减排效应的菌株不仅在室内模拟试验条件下减少土壤 N2O 排放，而且在田间试验条件下也能减少 N2O 排放。
微生物过程如反硝化和异化硝酸盐还原成铵，主要在缺氧条件下促进 N2O 的产生[27]。相比之下，氨氧化过程是硝化作用的第一步也是限速步骤，通常是由三类微生物进行的好氧过程：AOA、AOB 和全程氨氧化微生物。AOA 不仅直接产生 N2O，而且为反硝化过程提供了底物[30]。此外，硝化相关功能基因丰度与微生物群落结构息息相关[31]。在室内土壤培养试验中，N2O 排放是硝化和反硝化过程主导的副产物或中间产物。AOB 在低氧状态下可进行硝化细菌反硝化，通过酶促反应将 NO2- 经 NO 还原为 N2O，或者将羟胺厌氧氧化为 N2O。AOA 通过酶促反应将 NO 还原为 N2O，但是该反应的发生需要相对极端的环境条件[32]。与此同时，反硝化微生物通过 nirS 和 nirK 基因编码的两种类型的异化亚硝酸还原酶产生 N2O，这两种还原酶使得 NO2- 还原为气态 NO，然后快速转化为 N2O[33]。这与之前氨氧化原核微生物 amoA 的丰度与 N2O 排放量呈正相关的研究结果相同[29]。土壤微生物参与的硝化过程和反硝化过程产生副产物 N2O，同时也是农田土壤 N2O 排放最为重要的来源[27]。其中 AOA 和 AOB 是硝化过程中对全球 N2O 排放具有重大的贡献[34]。
由微生物介导的农田土壤 N2O 减排机制分为直接机制和间接机制。近年来，发现了一类新的 N2O还原细菌，这类细菌通常不像经典反硝化细菌一样具有完整的反硝化功能基因，仅具有编码 N2O 还原酶的基因 nosZⅡ。虽然在大多数情况下，非典型的反硝化细菌 nosZⅡ 的基因丰度要高于典型反硝化细菌 nosZⅠ的基因丰度[35]。由于室内土壤培养试验所用的供试菌株携带 nosZⅠ基因，产生的大量活性 N2OR，可将 N2O 还原为 N2 [36]。这可能是接种具有 nosZ 基因的 N2O 还原细菌后，由微生物介导的 N2O 还原而实现减排的直接机制。同时，接种无 nosZⅠ 基因的 NRCB002 菌株也可以减少 N2O 的排放。这可能是由于微生物介导的 N2O 减排的间接机制，非 N2O 还原细菌可能改变了土壤中的微生物群落组成，从而减少了 N2O 的产生或强化了 N2O 的还原，最终减少了 N2O 排放。然而，与反硝化作用相关的基因在不同物种中可能有所不同，并非所有反硝化细菌都拥有完整的反硝化功能基因[37]，其作用机制还需要进一步探索。接种 4 株 PGPR 菌株在减少 N2O 排放的同时，也能促进植物的生长，例如接种 NRCB010 和 NRCB026 显著提高了番茄根长和干重[25]。此外，在盆栽试验条件下接种 4 株 PGPR 显著提高了番茄幼苗的株高、茎粗、叶长等植物特性[25]。因此，接种具有 N2O 减排效应的 PGPR 菌株其植物促生作用值得进一步探究。
4 结论
在室内培养条件下，接种 4 株 PGPR 菌株显著减少了施用有机无机复混肥土壤的 N2O 排放量。接种 YSQ030、NRCB010、TSA2S 和 NRCB002 后，土壤 N2O 排放分别减少了 72%、63%、62% 和 59%。施用有机无机复混肥显著增加了土壤中氨氧化原核微生物 amoA 和全程氨氧化微生物 amoB 的基因丰度，并且这些硝化功能基因丰度与 N2O 排放量呈显著正相关（P<0.01）。接种 TSA2S、NRCB010、 YSQ030 显著增加了土壤中 nosZⅠ的基因丰度，可能是由于这些菌株具有 nosZⅠ基因，通过合成大量具有活性的 N2OR，将 N2O 还原成 N2，从而通过直接机制减少了土壤 N2O 排放。与此同时，接种不携带 nosZⅠ基因的 NRCB002 菌株，也能减少 N2O 的排放。这可能是由于非 N2O 还原细菌改变了土壤微生物的群落组成，减少了 N2O 的产生，从而促使土壤 N2O 减排。然而，具体减排的微生物生态机制尚不清楚，仍需要进一步探索。接种 PGPR 菌株能够明显减少土壤 N2O 排放，这些菌株的植物促生效应值得进一步研究。